Инактивация тучных клеток нивелирует негативные последствия влияния высокой температуры на сперматогенез

ВВЕДЕНИЕ

Многочисленные исследования показывают, что примерно половина всех случаев бесплодия связана с женским фактором, от 20 до 30% – с мужским и до 30% относятся к смешанным [1]. Соответственно, мужское бесплодие на сегодняшний день является серьезной проблемой, присутствующей у 50% бесплодных пар [2]. Мужской репродуктивный потенциал снижается ввиду различных факторов [3, 4], среди которых можно выделить повышение температуры мошонки, как одну из наиболее распространенных причин, вызывающих снижение фертильности у мужчин. Это в значительной степени связано с меняющимся образом жизни [1, 5].

Гипертермии способствуют производственные факторы, гиподинамия, ожирение, ношение тесного белья, а также патологические изменения в яичках (например, варикоцеле) и другое. Точное понимание механизма теплового воздействия на сперматогенез и его микроокружение, качество эякулята, а также поиск новых мишеней для возможной коррекции негативных последствий будут способствовать снижению его значения в общей доле мужского бесплодия, т. к. воздействие высоких температур является обратимым и предотвратимым фактором [6, 7].

Патологии различных органов и систем могут быть обусловлены как поражением его специфических клеток, так и их микроокружением. Тучные клетки – важные компоненты микроокружения мужских репродуктивных органов, участвующие в регуляции сперматогенеза. В последнее десятилетие появляются работы, свидетельствующие о повышенном количестве тестикулярных тучных клеток у мужчин с бесплодием [8, 9], а блокаторы этих клеток приводят к некоторым положительным эффектам при различных патологических состояниях [10, 11]. Это дает основание полагать, что инактивация тучных клеток может приводить к снижению негативных последствий влияния высокой температуры на сперматогенез.

В связи с этим цель настоящей работы – исследовать влияние инактивации тучных клеток препаратом кетотифен на сперматозоиды крыс на разных стадиях созревания при воздействии высокой температуры.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

В качестве экспериментальных животных использовали 45 половозрелых самцов крыс линии Wistar массой 392,0±10,8 г возрастом 4 месяца. Во время эксперимента животных содержали в обычных условиях вивария при двенадцатичасовом световом дне, без специальной диеты и без ограничения питьевой воды.

Содержание, питание, уход и выведение животных из эксперимента осуществляли в соответствии с Правилами проведения работ с использованием экспериментальных животных (приказ № 755 от 12.08.1987 г.) и Федерального Закона РФ «О защите животных от жестокого обращения» от 01.01.1997 г. Исследование одобрено решением этического комитета ИИФ УрО РАН (№10-23 от 09.10.2023).

Все животные были разделены на 5 групп:

1) группа интактных животных (ИНТ), n=15;

2) контрольная группа многократного теплового воздействия (МТ (К)), n=10;

3) опытная группа многократного теплового воздействия (МТ (О)), n=10;

4) контрольная группа, получавшая препарат кетотифен (МТК (К)), n=5;

5) опытная группа многократного теплового воздействия, получавшая препарат кетотифен (МТК (О)), n=5.

Перед началом исследования у каждой особи методом окситоциновой стимуляции был произведен забор нативного эякулята и исследованы его характеристики с целью отбора в эксперимент только животных с нормальным сперматогенезом.

Многократное воздействие высокой температуры проводили [5] путем размещения животных в специально оборудованный термостат при температуре 43±1°C [12, 13] с сохранением доступа к воде и воздуху ежедневно на 30 мин в течение 48 суток (срок соответствует длительности 1 полного цикла сперматогенеза у крыс). Контрольная группа животных подвергалась тем же манипуляциям, но при выключенном термостате. На 24 сутки эксперимента было проведено промежуточное исследование нативного эякулята у животных обеих групп.

В 4 и 5 экспериментальных группах за 14 дней до воздействия высокой температуры и в течение 48 суток в ходе эксперимента животным ежедневно вводили препарат кетотифен 1 мг/кг внутрижелудочно через зонд.

У всех групп животных были взяты нативный эякулят и эпидидимальные сперматозоиды из головки придатка яичка для анализа спермограммы и оценки морфологических параметров сперматозоидов, а также кровь из бедренной вены для определения концентрации тестостерона в крови.

Забор нативного эякулята. Нативный эякулят получали методом окситоциновой стимуляции эякуляции [5,6]. Крыс наркотизировали эфиром, затем инсулиновым шприцом внутрибрюшинно вводили 0,2 мл раствора окситоцина концентрацией 5 МЕ/мл (Московский эндокринный завод, Россия). С полового члена крысы аккуратно отодвигали препуций и придерживали его до наступления эякуляции. Полученный эякулят с помощью дозатора собирали на предметное стекло, замеряли его объем, разводили в 2 раза физиологическим раствором комнатной температуры, после проводили оценку параметров спермограммы.

Забор эпидидимальных сперматозоидов. Для забора эпидидимальных сперматозоидов [14] у самцов крыс после их эвтаназии передозировкой диэтиловым эфиром оперативным методом выделяли придатки семенников. Для извлечения семенной жидкости производили продольный разрез, отрезая головную часть придатка одинакового размера у всех крыс, затем ее помещали в пробирку и добавляли 2 мл физиологического раствора температурой 37°C. Пробирку тщательно встряхивали и помещали в термостат при температуре 37°C на 10 мин. Затем пробирку повторно встряхивали и проводили анализ сперматозоидов.

Подсчет спермограммы. Микроскопическое исследование сперматозоидов в камере Горяева проводили при помощи светового микроскопа Leica DM2500 (Leica, Германия) при увеличении 40х15 по следующим показателям:

а) Концентрация сперматозоидов (млн/мл). В 1 мл эякулята проводили подсчет сперматозоидов в 5 больших квадратах, расположенных по диагонали слева сверху и направо вниз. Концентрацию рассчитывали по формуле:

С = (А ×250×2×1000)/5, где

С – концентрация сперматозоидов;

А – количество посчитанных сперматозоидов. б) Содержание подвижных сперматозоидов (%). В случайно выбранном поле зрения было подсчитано общее количество клеток и количество подвижных клеток. Расчет процентного содержания подвижных клеток вели по формуле:

А=(В×100)/С, где

А – процентное содержание подвижных сперматозоидов;

В – количество подвижных сперматозоидов; С – общее количество сперматозоидов.

в) Агглютинация сперматозоидов. Параметр оценивали по всей камере, для оценки использовали следующую классификацию:

(+ / 1 балл) – до 10–15% сперматозоидов склеены в небольшие агглютинаты;

(++ / 2 балла) – до 50% сперматозоидов склеены как в небольшие, так и в крупные агглютинаты;

(+++ / 3 балла) – массовая агглютинация, почти все сперматозоиды склеены в большие конгломераты.

г) Наличие лецитиновых зерен. Параметр оценивали по всей камере, для оценки использовали следующую классификацию:

1 балл – малое количество;

2 балла – среднее количество;

3 балла – большое количество.

Для удобной регистрации полученных данных был разработан протокол исследования.

Оценка морфологических параметров сперматозоидов. Для морфологической оценки из эякулята и семенной жидкости эпидидимиса были приготовлены мазки. С помощью светового микроскопа Leica DM2500 (Leica, Германия), оснащенного камерой Basler acA1920-40um (Basler, Германия), проводили подсчет клеток для выявления процента сперматозоидов без дефектов. При этом визуально оценивали клетки на наличие дефектов головки, шейки и хвоста. Расчет вели на 100 клеток у каждой особи (всего проанализировали 3000 сперматозоидов) (рис. 1).

После проводили фотофиксацию сперматозоидов с помощью камеры и программы MultiMedia Catalog 2008–2020. На полученных фото в программе FIJI ImageJ 1.54f после соответствующей калибровки пикселей в микрометры проводили измерения следующих морфометрических параметров сперматозоидов: длина головки, мкм; ширина головки, мкм; площадь головки, мкм2; периметр головки, мкм; расстояние между апикальной частью головки и ее основанием, мкм; угол наклона головки, градусы; ширина основания хвоста, мкм; длина хвоста, мкм; соотношение хвоста к головке; шероховатость; линейность, %. Шероховатость рассчитывали с использованием формулы:

R=4πA/P2,

где R – шероховатость, A – площадь головки, мкм2, P – периметр головки, мкм.

Линейность рассчитывали с использованием формулы:

L=C/H*100,

где L – линейность, C – расстояние между апикальной частью головки и ее основанием, мкм, H – длина головки, мкм.

    
Рис. 1. Примеры дефектов сперматозоидов крыс. A – нормальный сперма- тозоид, Б – головка без хвоста и большой угол наклона головки, В – хвост без головки, Г – сперматозоид с двумя головками и дополнительными де- фектами, Д – уплощенная головка, Е – булавочная головка, Ё – деформация головки, Ж – изогнутый угол наклона головки, З – патология шейки, И – изо- гнутый хвост. Без окрашивания, ув. х 400     
Fig. 1. Examples of defects in rat spermatozoa. A – normal spermatozoon, Б – head without tail and large head tilt angle, В – tail without head, Г – two-headed spermatozoon with additional defects, Д – flattened head, Е – pinhead, Ё – head deformation, Ж – curved head tilt angle, З – neck pathology, И – curved tail. Unstained, magnification x 400

У каждой особи перечисленные параметры измеряли у 50 сперматозоидов. Всего было проанализировано 1650 сперматозоидов.

Концентрация тестостерона. Исследование концентрации тестостерона в сыворотке крови проводили с использованием автоматического иммуноферментного анализатора Lazurite (Dynex Technologies, США) и набора реагентов для количественного иммуноферментного определения общего тестостерона в сыворотке – Тестостерон-Имаксиз (IMAXIZ) (Vital Development, Россия).

Статистические методы. Все полученные данные были обработаны в программе GraphPad Prism 9.5.1. Показатели нативного эякулята и эпидидимисов при сравнении 2 экспериментальных групп проанализированы с помощью непараметрического критерия Манна-Уитни, при сравнении 3 и более групп использовали непараметрический тест для независимых переменных Краскела-Уоллеса, а для точного определения отличий между каждой независимой группой проводили тест Данна для попарных сравнений с последующей коррекцией с помощью двухэтапного пошагового метода Бенджамини, Кригера и Екутиэли. Морфометрические параметры сперматозоидов при сравнении 2 экспериментальных групп анализировали с помощью параметрического t-критерия Уэлча, при сравнении 3 и более групп использовали однофакторный дисперсионный анализ (One-Way ANOVA), для определения отличий между группами применяли апостериорный критерий Геймсу-Хоуэллу. Показатели нативного эякулята крыс до и после воздействия температуры сравнивали с помощью двухфакторного дисперсионного анализа Фридмана по рангам, а для попарных сравнений выборок применили критерий Вилкоксона для связанных повторных наблюдений. Различия считали значимыми при p<0,05. Данные в таблицах представлены, как М ± SE.

РЕЗУЛЬТАТЫ

При исследовании интактных крыс показаны различия эпидидимальных сперматозоидов и сперматозоидов нативного эякулята. Так, концентрация сперматозоидов в нативном эякуляте ниже, чем их концентрация в придатке. Снижаются также подвижность сперматозоидов и их способность к агглютинации. Наблюдается ряд различий в морфометрических параметрах. Нативные сперматозоиды имеют увеличенную головку, длину хвоста и шероховатость по сравнению с эпидидимальными сперматозоидами (табл. 1).

Многократное воздействие высокой температуры приводит к постепенному снижению всех параметров нативного эякулята в течение всего срока эксперимента: концентрации и процента подвижных сперматозоидов, агглютинации, количества лецитиновых зерен. При этом в группе контроля параметры не изменяются, что свидетельствует об изменении сперматозоидов именно под влиянием высокой температуры (табл. 2).

Снижаются и все параметры эпидидимальных сперматозоидов – концентрация, подвижность, агглютинация (агглютинация сперматозоидов у человека считается отрицательным показателем фертильности, но для крыс она играет важную роль в процессе оплодотворения), что свидетельствует о нарушении их созревания в придатках. Это подтверждается и увеличением количества клеток, имеющих самые разнообразные морфологические дефекты головки, шейки и хвоста (рис. 2). Многократное воздействие высокой температуры приводит к значительным изменениям морфометрических параметров сперматозоидов по сравнению с контрольной группой. Так, под действием температуры увеличиваются длина, площадь, периметр головки, расстояние между верхней частью головки и ее основанием, ширина, основание и длина хвоста по сравнению с показателями контрольной группы (табл. 3).

Таблица 1. Параметры сперматозоидов крыс интактной группы на разной стадии созревания     
Table 1. Sperm parameters of intact rats at different stages of maturation

а – отличия достоверны от соответствующего показателя придатка по критерию Манна-Уитни (p <0б05)     
б – отличия достоверны от соответствующего показателя придатка по t-критерию Уэлча (p <0б05)     
а – differences are significant compared to the corresponding parameter of epididymis according to the Mann-Whitney test (p <0.05)     
б – differences are significant compared to the corresponding parameter of epididymis according to Welch’s t-test (p <0.05)

Таблица 2. Параметры нативного эякулята крыс при многократном воздействии высокой температуры на разные сроки эксперимента     
Table 2. Ejaculate parameters after repeated exposure to high temperature

а – отличия достоверны от соответствующего показателя контрольной группы по критерию Манна-Уитни (p <0,05);     
в – отличия достоверны от соответствующего показателя группы 0 сут по двухфакторному дисперсионному анализу Фридмана по рангам с апостериорным множественным сравнением по критерию Вилкоксона (p <0,05)     
а – differences are significant compared to the corresponding parameter of the control group according to the Mann-Whitney test (p <0.05);     
в – differences are significant compared to the corresponding parameter of the 0 day group, based on to the two-way Friedman analysis of variance by ranks with posthoc comparisons using the Wilcoxon test (p <0.05)

    
Рис. 2. Параметры эпидидимальных сперматозоидов крыс при многократном воздействии высокой температуры на фоне приема Кетотифена. Примечание: различия достоверны по критерию Краскела-Уоллеса с последующим анализом по критерию Данна и коррекцией по методу Бенджамини, Кригера и Екутиэли (р<0,05)      
Fig. 2. Epididymal sperm parameters of rats after repeated exposure to high temperature, with and without ketotifen intake. Note: differences are significant according to the Kruskal-Wallis test, followed by Dunn post-hoc test, with correction using the Benjamini, Krieger and Yekutieli method (p<0,05)

Все описанные выше негативные изменения сперматозоидов на разных стадиях созревания под влиянием высокой температуры происходят на фоне сниженного уровня тестостерона в крови (рис. 3).

На фоне инактивации тучных клеток препаратом кетотифен отмечается сохранение практически всех параметров спермограммы на уровне контрольной группы. При одновременном действии высокой температуры и препарата не отмечается снижение концентрации сперматозоидов, их агглютинации, количества лецитиновых зерен. Процент подвижных сперматозоидов достоверно не изменяется, но отмечается положительная тенденция на его сохранение (рис. 4Б).

    
Рис. 3. Концентрация общего тестостерона в сыворотке крови крыс, нг / дл. Примечание: различия достоверны по критерию Краскела-Уоллеса с последующим анализом по критерию Данна и коррекцией по методу Бенджамини, Кригера и Екутиэли (р<0,05)     
Fig. 3. Total testosterone concentration in rat blood serum, ng/dl. Note: differences are significant according to the Kruskal-Wallis test, followed by Dunn post-hoc test, with correction using the Benjamini, Krieger and Yekutieli method (p<0,05)

Таблица 3. Морфометрические параметры эпидидимальных сперматозоидов крыс при многократном воздействии высокой температуры на фоне приема Кетотифена     
Table 3. Morphometric parameters of еpididymal sperm after repeated exposure to high temperature, with and without ketotifen intake

а – отличия достоверны от соответствующего показателя контрольной группы по однофакторному дисперсионному анализу (One-Way ANOVA) с апостериорным множественным сравнением по критерию Геймсу-Хоуэллу (p <0,05)     
б – отличия достоверны от соответствующего показателя контрольной группы с приемом кетотифена по однофакторному дисперсионному анализу (One-Way ANOVA) с апостериорным множественным сравнением по критерию Геймсу-Хоуэллу (p < 0,05)     
в – отличия достоверны от соответствующего показателя опытной группы по однофакторному дисперсионному анализу (One-Way ANOVA) с апостериорным мно- жественным сравнением по критерию Геймсу-Хоуэллу (p < 0,05)     
а – differences are significant compared to the corresponding parameter of the control group according to one-way ANOVA with post-hoc multiple comparisons using the Games-Howell criterion (p <0.05)     
б – differences are significant compared to the corresponding parameter of the control group receiving Ketotifen according to one-way ANOVA with post-hoc multiple comparisons using the Games-Howell criterion (p <0.05)     
в – differences are significant compared to the corresponding parameter of the experimental group according to one-way ANOVA with post-hoc multiple comparisons using the Games-Howell criterion (p <0.05)

    
Рис. 4. Параметры нативного эякулята крыс при многократном воздействии высокой температуры на фоне приема Кетотифена. Примечание: различия достоверны по критерию Краскела-Уоллеса с последующим анализом по критерию Данна и коррекцией по методу Бенджамини, Кригера и Екутиэли (р<0,05)     
Fig. 4. Ejaculate parameters of rats after repeated exposure to high temperature, with and without ketotifen intake. Note: differences are significant according to the Kruskal-Wallis test, followed by Dunn post-hoc test, with correction using the Benjamini, Krieger and Yekutieli method (p < 0.05)

Применение препарата положительно влияет и на параметры сперматозоидов из придатка. Так, по сравнению с опытной группой не происходит снижения концентрации и агглютинации сперматозоидов. Клетки сохраняют свою подвижность (рис. 2Б). Отмечаются изменения морфометрических параметров эпидидимальных сперматозоидов: уменьшается площадь головки, угол ее наклона, ширина хвоста, соотношение хвоста к головке и шероховатость по сравнению с опытной группы без приема препарата. При этом длина хвоста остается без изменений.

Применение препарата без теплового воздействия также вызывает ряд изменений в сперматозоидах. Под воздействием препарата кетотифен наблюдается увеличение длины, ширины, периметра головки, расстояния между верхней частью головки и ее основанием, длины хвоста и линейности по сравнению с контрольной группой, не получавшей препарат. Также отмечается уменьшение угла наклона, ширины основания хвоста и шероховатости (табл. 3). Концентрация тестостерона в крови снижается в группе животных, принимавших препарат (рис. 3).

ОБСУЖДЕНИЕ

Половое созревание самцов крыс наступает через 40–60 суток после рождения [15, 16]. В эксперименте использованы крысы возрастом 4 месяца с полностью сформированной репродуктивной системой. Образование сперматозоидов у крыс, как и у большинства млекопитающих, происходит в извитых семенных канальцах яичка, расположенного в мошонке. Сформированные сперматозоиды крыс имеют четкое разделение на части: головка (в форме крючка), шейка и хвост (рис. 1А), выделяются в просвет семенных канальцев и транспортируются до придатка яичка для дальнейшего созревания.

Показано, что концентрация эпидидимальных сперматозоидов выше концентрации сперматозоидов в нативном эякуляте. Это объясняется аккумуляцией сперматозоидов в придатке, поступающих из семенных канальцев. Далее эти клетки смешиваются с секретом добавочных желез, что и приводит к уменьшению их концентрации. В нативном эякуляте снижаются также подвижность сперматозоидов и их способность к агглютинации, что свидетельствует о функциональных изменениях сперматозоидов по мере их продвижения от головки придатка до хвоста.

Изменяются и все морфологические параметры сперматозоидов, в частности увеличивается площадь головки у сперматозоидов нативного эякулята. Это связано с процессом созревания сперматозоидов у млекопитающих, где клетки, хранящиеся в хвосте придатка яичка, имеют более развитые акросомы, чем сперматозоиды из головки придатка [17]. Модификации длины хвоста, шейки и угла наклона головки связаны с улучшением подвижности сперматозоидов. Это подтверждает и то, что созревание сперматозоидов происходит на протяжении всего пути по семявыносящим протокам и за их пределами (в половых путях самки).

Таким образом, эпидидимальные сперматозоиды из головки придатка крыс отличаются от сперматозоидов нативного эякулята по ряду морфофункциональных характеристик. Это подтверждают и подобные исследования, проведенные на других видах животных [18, 19]. Несмотря на то, что эпидидимальные сперматозоиды морфологически схожи со сперматозоидами эякулята и обладают большей подвижностью, они не способны к самостоятельному преодолению биологических и физиологических факторов в половых путях самки с последующим оплодотворением яйцеклетки, хоть и способны к оплодотворению in vitro [20].

Морфометрические показатели сперматозоидов интактных крыс неоднократно определяли разные группы исследователей. Например, группа ученых G. van der Horst с соавторами с помощью компьютерного анализа морфологии сперматозоидов (CASMA) крыс измерила ряд параметров и предложила их в качестве референтных значений [21]. Однако некоторые параметры морфометрического анализа сперматозоидов с использованием ImageJ, полученные в ходе данного эксперимента, отличаются от их результатов. Скорее всего, это связано с различными методами оценки, а также с возрастом, количеством животных в экспериментах и достаточно большим диапазоном нормальных значений морфометрических показателей сперматозоидов, что необходимо учитывать при проведении дальнейших исследований.

Действие высокой температуры сроком равным полному циклу сперматогенеза негативно влияет на сперматозоиды разных стадий созревания. Так, уменьшение концентрации сперматозоидов в нативном эякуляте происходит в результате структурных и функциональных изменений в клетках не только на стадии размножения сперматогоний, но и на других стадиях сперматогенеза. Это подтверждают авторы статьи, которые показали, что наиболее уязвимыми к тепловому повреждению у крыс являются сперматоциты и ранние округлые сперматиды. Снижение агглютинации и подвижности сперматозоидов свидетельствует о влиянии повышенной температуры не только на первые этапы сперматогенеза, но и на созревание сперматозоидов в эпидидимисах. Таким образом, повышение температуры влияет и на уже сформировавшиеся сперматозоиды, в результате чего может наблюдаться значительное снижение фертильности у самцов крыс. Длительное воздействие высоких температур может вызывать запуск усиленного апоптоза активно делящихся клеток под действием окислительного стресса, нарушения репарации ДНК и усиленную денатурацию белков [22].

Уменьшение содержания лецитиновых зерен в нативном эякуляте под действием высокой температуры свидетельствует о нарушении биохимических процессов, протекающих в добавочных железах, при этом изменяется состав их секретов, что в свою очередь может приводить к ухудшению не только показателей спермограммы, но и свойств эякулята в целом [23]. Изменение этих свойств значительно снижает устойчивость сперматозоидов в половых путях самки, что в разы снижает их фертильную способность. К тому же уменьшение лецитиновых зерен указывает на ухудшение липидного обмена, что приводит к дефициту выработки тестостерона необходимого для поддержания сперматогенеза (рис. 3).

Под воздействием высокой температуры изменяются практически все морфометрические показатели сперматозоидов. Увеличение размеров головки сперматозоидов у опытной группы может указывать на неполное формирование ее структуры, связанное с недостаточно плотной укладкой хроматина, что в итоге приводит к неполноценному оплодотворению, которое чаще всего сопровождается анеуплоидиями или вовсе отсутствием оплодотворения [24]. Изменение структуры основания хвоста может существенно снижать его способность к передвижению [25].

В качестве инактивирующего агента для тучных клеток был использован препарат кетотифен, который показал высокую эффективность как в наших предыдущих исследованиях [26], так и в исследованиях других ученых [10, 11]. Ранее нами было показано снижение функциональной активности тестикулярных тучных клеток под действием данного препарата. Настоящее исследование демонстрирует положительное влияние инактивации тучных клеток на показатели как нативного эякулята, так и эпидидимальных сперматозоидов при нарушении сперматогенеза под действием высокой температуры. При воздействии препарата не отмечается снижение показателей спермограммы, что свидетельствует о сохранении оплодотворяющей способности сперматозоидов.

Изменения ряда морфометрических параметров также свидетельствуют о положительном эффекте инактивации тучных клеток. Уменьшение площади и угла головки указывает на правильное формирование ее структуры. Значение ширины основания хвоста, приближающееся к значениям интактной и контрольной групп, может указывать на улучшение подвижности сперматозоида. Восстановление соотношения хвост/головка и параметров шероховатости указывает на положительный эффект кетотифена в защите от теплового стресса. Однако некоторые параметры, такие как периметр головки, линейность и определенные характеристики хвоста сперматозоида, показали минимальное улучшение или его отсутствие.

В группе, получавшей кетотифен без воздействия высокой температуры, наблюдались некоторые потенциально негативные эффекты препарата, такие как снижение уровня тестостерона и концентрации сперматозоидов, увеличение длины хвоста. Это свидетельствует о неблагоприятном влиянии инактивации тучных клеток на сперматогенез в норме и об их необходимом участии в регуляции этого процесса.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Длительное воздействие высоких температур приводит к ухудшению морфофункциональных характеристик сперматозоидов. Резкое снижение параметров спермограммы у особей, которых подвергали ежедневному нагреву в течение полного цикла сперматогенеза, подтверждает предположение о нарушениях развития клеток еще на стадии сперматогоний. Все это приводит к торможению сперматогенеза и, как следствие, к плавному, но значительному снижению фертильности. Инактивация тучных клеток препаратом кетотифен нивелирует негативные последствия влияния высокой температуры на сперматогенез, сохраняя большинство параметров нативного эякулята и сперматозоидов придатка.

ЛИТЕРАТУРА

1. Babakhanzadeh E, Nazari M, Ghasemifar S, Khodadadian A. Some of the factors involved in male infertility: a prospective review. Int J Gen Med 2020;29-41. https://doi.org/10.2147/IJGM.S241099
2. Punjani N, Lamb DJ. Male infertility and genitourinary birth defects: there is more than meets the eye. Fertil Steril 2020;114(2):209-18. https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2020.06.042
3. Ширшов ВН. Современное состояние проблемы мужского бесплодия: обзор клинических рекомендаций европейской ассоциации урологов. Клиническая практика 2016;1 (25):39-50. [Shirshov V.N. Current state of the male infertility problem: a review of the clinical guidelines of the European Association of Urology. Klinicheskaya praktika = Clinical practice 2016;1(25):39-50 (In Russian)]. https://doi.org/10.17816/clinpract7139-50
4. Bisconti M, Simon JF, Grassi S, Leroy B, Martinet B, Arcolia V, et al. Influence of risk factors for male infertility on sperm protein composition. Int J Mol Sci 2021;22(23):13164. https://doi.org/https://doi.org/10.3390/ijms222313164
5. Потемина Т.E., Тукмакова Т.C. Влияние теплового воздействия на сперматогенез в эксперименте. Современные технологии в медицине 2011;(4):99-101. [Potemina T., Tukmakova T. The effect of thermal exposure on spermatogenesis in an experiment. Sovremennye tekhnologii v meditsine = Modern technologies in medicine 2011;(4):99-101. (In Russian)].
6. Крылова Е.В., Потемина Т.Е., Корягин А.С., Нестеров Г.Д. Профилактическое действие маточного молочка пчел на показатели сперматогенеза крыс при остром тепловом стрессе. Вестник Нижегородского университета им Н.И. Лобачевского 2011;(6-1):138-43. [Krylova E.V., Potemina T.E., Koryagin A.S., Nesterov G.D. Preventive effect of royal jelly on spermatogenesis indices in rats under acute heat stress. Vestnik Nizhegorodskogo universiteta im N.I. Lobachevskogo = Bulletin of N.I. Lobachevsky Nizhny Novgorod University 2011;(6-1):138-43. (In Russian)].
7. Furland NE, Luquez JM, Oresti GM, Aveldaño MI. Mild testicular hyperthermia transiently increases lipid droplet accumulation and modifies sphingolipid and glycerophospholipid acyl chains in the rat testis. Lipids 2011;46:443-54. https://doi.org/10.1007/s11745-011-3527-3
8. Welter H, Köhn FM, Mayerhofer A. Mast cells in human testicular biopsies from patients with mixed atrophy: increased numbers, heterogeneity, and expression of cyclooxygenase 2 and prostaglandin D2 synthase. Fertil Steril 2011;96(2):309-13. https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2011.05.035
9. Abdel‐Hamid AA, Atef H, Zalata KR, Abdel‐Latif A. Correlation between testicular mast cell count and spermatogenic epithelium in non‐obstructive azoospermia. Int J Exp Pathol 2018;99(1):22-8. https://doi.org/10.1111/iep.12261
10. Saharkhiz N, Nikbakht R, Hemadi M. Ketotifen, a mast cell blocker improves sperm motility in asthenospermic infertile men. J Hum Reprod Sci 2013;6(1):19-22. https://doi.org/10.4103/0974-1208.112373
11. Moreno D, Sobarzo CM, Lustig L, Rodriguez Pena MG, Guazzone VA. Effect of ketotifen fumarate on experimental autoimmune orchitis and torsion of the spermatic cord. Asian J Androl 2020;22:112-117. https://doi.org/10.4103/aja.aja_30_19
12. Wu Y-Q, Rao M, Hu S-F, Ke D-D, Zhu C-H, Xia W. Effect of transient scrotal hyperthermia on human sperm: an iTRAQ-based proteomic analysis. Reprod Biol Endocrinol 2020;18:1-11. https://doi.org/10.1186/s12958-020-00640-w.
13. Ilkhani S, Moradi A, Aliaghaei A, Norouzian M, Abdi S, Rojhani E, et al. Spatial arrangement of testicular cells disrupted by transient scrotal hyperthermia and subsequent impairment of spermatogenesis. Andrologia 2020;52(9):e13664. https://doi.org/10.1111/and.13664
14. Гетманенко А.Ю., Бугаева Л.И., Спасов А.А., Лебедева С.А., Кузубова Е.А., Мальцев М.С. Исследование полового поведения и сперматогенеза у крыс-самцов с экспериментальным дефицитом магния. Вестник Волгоградского государственного медицинского университета 2016;4 (60):20-3. [Getmanenko A.Yu., Bugaeva L.I., Spasov A.A., Lebedeva S.A., Kuzubova E.A., Maltsev M.S. Study of sexual behavior and spermatogenesis in male rats with experimental magnesium deficiency. Vestnik Volgogradskogo gosudarstvennogo meditsinskogo universiteta = Bulletin of the Volgograd State Medical University 2016;4 (60):20-3. (In Russian)].
15. Quinn R. Comparing rat's to human's age: how old is my rat in people years? Nutrition 2005;21(6):775. https://doi.org/10.1016/j.nut.2005.04.002
16. Fuochi S, Galasso ME, Colombo R, Giaquinto D, De Girolamo P, D’Angelo L. Puberty onset curve in CD (Sprague Dawley) and long Evans outbred male rats. Lab Anim 2022;56(5):471-5. https://doi.org/10.1177/00236772221078725
17. Gervasi MG, Visconti PE. Molecular changes and signaling events occurring in spermatozoa during epididymal maturation. Andrology 2017;5(2):204-18. https://doi.org/10.1111/andr.12320
18. Gloria A, Contri A, De Amicis I, Robbe D, Carluccio A. Differences between epididymal and ejaculated sperm characteristics in donkey. Anim Reprod Sci 2011;128(1-4):117-22. https://doi.org/0.1016/j.anireprosci.2011.09.007
19. Bezerra LG, Silva AM, Jurema AP, Dantas MR, Pereira AG, Oliveira M.F., et al. Changes in sperm morphology, morphometry, and motility from the epididymis to the vas deferens in Rheas (Rhea americana, Linnaeus, 1758). Animals 2023;13(9):1483. https://doi.org/10.3390/ani13091483
20. James ER, Carrell DT, Aston KI, Jenkins TG, Yeste M, Salas-Huetos A. The role of the epididymis and the contribution of epididymosomes to mammalian reproduction. Int J Mol Sci 2020;21(15):5377. https://doi.org/10.3390/ijms21155377
21. van Der Horst G, Skosana B, Legendre A, Oyeyipo P, Du Plessis SS. Cut-off values for normal sperm morphology and toxicology for automated analysis of rat sperm morphology and morphometry. Biotech Histochem 2018;93(1):49-58. https://doi.org/10.1080/10520295.2017.1380842
22. Cai H, Qin D, Peng S. Responses and coping methods of different testicular cell types to heat stress: overview and perspectives. Biosci Rep 2021;41(6):BSR20210443. https://doi.org/10.1042/BSR20210443
23. Винник Ю.Ю., Борисов В.В. Общая клинико-лабораторная и инструментальная характеристика течения хронического абактериального простатита с воспалительным компонентом у мужчин первого периода зрелого возраста. Урология 2017;(5):36-41. [Vinnik Yu.Yu., Borisov V.V. General clinical-laboratory and instrumental characteristics of the course of chronic abacterial prostatitis with an inflammatory component in men of the first mature age. Urologiya = Urology 2017;(5):36-41. (In Russian)]. https://doi.org/10.18565/urology.2017.5.36-41
24. Брагина Е.E., Арифулин Е.A., Лазарева Е.М., Лелекова М.А., Коломиец О.Л., Чоговадзе А.Г. и др. Нарушение конденсации хроматина сперматозоидов и фрагментация ДНК сперматозоидов: есть ли корреляция? Андрология и генитальная хирургия 2017;18(1):48-61. [Bragina E.E., Arifulin E.A., Lazareva E.M., Lelekova M.A., Kolomiets O.L., Chogovadze A.G., et al. Disruption of sperm chromatin condensation and sperm DNA fragmentation: is there a correlation? Andrologiya i genitalnaya khirurgiya = Andrology and genital Surgery 2017;18(1):48-61. (In Russian)]. https://doi.org/10.17650/2070-9781-2017-18-1-48-61
25. Lehti MS, Sironen A. Formation and function of sperm tail structures in association with sperm motility defects. Biol Reprod 2017;97(4):522-36. https://doi.org/10.1093/biolre/iox096
26. Храмцова Ю.С., Арташян О.С., Юшков Б.Г., Волкова Ю.Л., Незговорова Н.Ю. Влияние тучных клеток на репаративную регенерацию тканей с разной степенью иммунологической привилегированности. Цитология 2016;58(5):356-63. [Khramtsova Y.S., Artashyan O.S., Yushkov B.G., Volkova Yu.L., Nezgovorova N.Yu. Effect of mast cells on reparative regeneration of tissues with different degrees of immunological privilege. Tsitologiya = Cytology 2016;58(5):356-63. (In Russian)].